ГЕТЕРОФІЛІЯ У РОСЛИН - О.М. НЕДУХА - 2011

РОЗДІЛ ДРУГИЙ МЕХАНІЗМИ ПРОЯВУ ГЕТЕРОФІЛІЇ У РОСЛИН

2.2. ЕНДОГЕННІ МЕХАНІЗМИ ПРОЯВУ ГЕТЕРОФІЛІЇ У РОСЛИН

2.2.4. Роль експресії генів, які беруть участь в регуляції поділу й розтягу клітин

Молекулярні дослідження індукції гетерофілії були розпочаті у 2001 році на модельній рослині Marsilea quadrifolia (Hsu et al., 2001). Встановлено, що M. quadriifolia утворює різні типи листків у відповідь на зміни природних або лабораторних умов зростання. Коли умови були адекватними, то екзогенна аплікація АБК викликала індукцію формування листків повітряного типу. Клітини, які відповідали за синтез АБК, були локалізовані в апікальній меристемі стебел і зв'язані з примордієм апексу (Hsu et al., 2001). Ці дослідники ідентифікували два ряди АБК-регульованих генів у апікальній меристемі, включаючи 7 первинних і 17 - вторинних генів. Гени були позначені як ABRH (ABA-response heterophylly) гени, що відповідають за АБК-залежну гетерофілію. Зміни на рівні транскрипції ABRH генів розпочиналися через 30-60 хв. після додавання АБК до культураль- ного середовища. Такі зміни були нетривалими, водночас інші - стійкими. Кілька регуляторних генів виявили певну гомологію з генами, залученими до клітинного росту та біогенезу пластид, а саме: кодуючі транскрипційні фактори, протеїнкінази, мембранні транспортери, метаболічні ферменти, структурні білки та білки, які кодуються хлоропластним геномом.

Таким чином, було ідентифіковано 24 гени, сім із яких - гени первинної відповіді, інші гени, що залучені до транскрипційної регуляції, сигнальної трансдукції, мембранного транспорту та метаболізму, не були зв'язані з відповіддю на дію АБК (Hsu et al., 2001; Minorsky, 2003).

Механізми зміни форми листка та його анатомічної структури під час гетерофілії на молекулярному рівні поки не вивчені. Проте відомі праці по дослідженню генів, залучених до формування таких характеристик як форма листка, наявність чи відсутність черешка, значення листкового індексу (відношення довжини до ширини листкової пластинки), форма країв і розмір листків у численних мутантів Arabidopsis thaliana (Tsuge et al., 1996; Tsukaye , 2006). Встановлено, що форма листка знаходиться під генетичним контролем і регулюється геном KNOX (KNOTTED-like homeobox) (Hake et al., 2004) і розподілом ауксину в апікальній меристемі, а за формування дорзовентральності відповідає ген, який опосередкований синтезом miRNA (Bowman, 2004).

За подвійної мутації у фенотипі A. thaliana з крилатоподібним листковим черешком спостерігається експресія двох генів: LEP (LEAFY PETIOLE) і bop1-1 (blade-on petiole1-1). Перший ген кодує ДНК- зв'язуючий домен транскрипційного фактору, другий - кодує NPP-подібний білок (NONEXPRESSOR of PR GENES1) в листковому примордії (Bailey-Serres, Voesenek, 2008). Автори вважають, що саме ці гени контролюють ріст і розвиток листкового черешка.

Участь генів у полярному рості листкової пластинки доведена на карликових мутантах (Tsuge et al., 1996) та мутантах арабідопсису з вузькими листками нормальної довжини (Tsukay et al., 1994; Tsuge et al., 1996). Незважаючи на те, що поляризований ріст листків перебуває під контролем мікротрубочок, фітогормонів і полісахаридів клітинної оболонки, участь генів у цих процесах також доведена. Встановлено, що поздовжня та латеральна осі клітинного розтягування та проліферації у клітинному примордії регулюються такими генами: поляризований ріст клітин листка по довгій осі - геном ROT3 (ROTUNDIFOLIA 3) (Tsuge et al., 1996), кількість клітин у том ж напрямі - ROT4 (ROTUNDIFOLIA 4). Ген ROT3 залучений до біосинтезу стероїдів (Kim et al., 1998; 2005, а) у карликових мутантів, у яких виявлені дефекти в кількості клітин, а також у їхньому розтягуванні. Ген ROT4 спричиняє зупинку росту клітин листка (Bailey-Serres, Voesenek, 2008). Тимчасом поляризований ріст листкової пластинки в ширину (по короткій осі), включаючи й поділ клітин, регулюється роботою АN3-гена (ANGUSTIFOLIA3), що впливає на поділ меристематичних клітин при морфогенезі. АN3-ген кодує транскрипційний гомолог ко-активатора SYT (synovial sarcoma translocation) (Horiguchi et al., 2005), цей кофактор ідентичний GRF-INTERACTION FACTOR 1 (AtGIF1) (GRF - growthhormonereleasing factor) (Kim, Kende, 2004), який бере участь в клітинному циклі меристеми листкового примордію.

Сигналом для швидкого росту стебла під водою є фітогормон етилен (Malone, Ridge, 1983; Ridge, 1987; Voesenek et al., 1999; 2004). Встановлена кореляція між синтезом етилену та ростом клітин і тканин. Швидкість синтезу етилену залежить від його окислення й виходу з клітин: у занурених у воду органах вихід етилену з клітин на ззовні відбувається дуже повільно, і тому він накопичується в клітинах. Ендогенна концентрація етилену підвищується паралельно із підвищенням концентрації ендогенного кисню. У синтезі етилену бере участь фермент АСС-синтетаза, а в його окисленні - фермент АСС-оксидаза (Rieu et al., 2005; Van der Straeten et al., 2001; Vriezen et al., 1999). Виявлено, що рівень кисню в клітині також регулює експресію генів етилен-рецептора, включаючи RpERSl (ERS1 - ethylene response sensor 1 Ranunculus palustris) (Vriezen et al., 1997), OsERLl - у глибоководного рису Oryza sativa (ERL1 - ethylene response 2 like 1) та ETR2 - у A. thaliana (Klok et al., 2002; Loreti et al., 2003; Branco-Price et al., 2005; Liu et al., 2005).

Відомо, що етилен сигналізує про швидкий розтяг вегетативних органів під водою кількома шляхами. При повному затопленні накопичений ендогенний етилен, знижуючи біосинтез АБК, інгібує експресію ферменту цисепоксикаротиноїддиоксигенази (NCED, cisepoxycarotinoiddioxygenаse) (Kende et al., 1998; Benschop et al., 2005; Saika et al., 2007). Зниження концентрації ендогенної АБК стимулює експресію гіберелін-3-оксидази, що каталізує перетворення активної гібе- релової кислоти (Benschop et al., 2006) на простий гіберелін (Kende et al., 1998). За зниження вмісту гібереліну відповідають гени, що індукуються у стеблі, яке розтягується під водою:

1) гени, що кодують білки, залучені до розрихлення клітинної оболонки;

2) гени, які сприяють проходженню клітинного циклу;

3) гени, що впливають на гідроліз крохмалю.

Розглянемо детальніше відмічені групи генів.

Гени, що кодують білки, залучені до розрихлення клітинної оболонки. Формування жорсткої клітинної оболонки спрямовано на ріст клітини під дією тургору. Значне прискорення кислотно-індукованого розтягу клітинної оболонки під водою спостерігали у вегетативних органах Oryza sativa (Cho, Kende, 1997, a), Rumex palustris (Vreeburg et al., 2005), Regnellidium diphyllum Lindm. і Marsilea quadrifolia (Kim et al., 2000). Встановлено, що ріст клітинної оболонки пов'язаний із експансинами (EXPs) таксилоглюканендотрансглікозилазами (гідролазами) (XTHs) (Darley et al., 2001). Виявлено, що розтяг клітинних оболонок під водою безпосередньо корелює зі збільшенням вмісту й активності експансинів А й В (EXPA, EXPB) (Cho, Kende 1997, b; Kim et al., 2000; Lee, Kende, 2001; Ookawara et al., 2005; Vreeburg et al., 2005). У регуляції білків експансинів бере участь не тільки гіберелін, а й етилен (Kim et al., 2000; Vreeburg et al., 2005). У черешках підводної рослини Ranunculus palustris етилен не тільки збільшував експресію експансинів, але також стимулював транспорт протонів до апопласту (Vriezen et al., 2000), що є суттєвим для функціонування цих білків.

Гени, які кодують білки, залучені до клітинного циклу. До цієї групи належать гіберелін-залежні гени, які беруть участь в регуляції клітинного циклу. Так, у молодих черешків плавуна щитолистого (Nymphoides peltata) та у молодих міжвузлях глибоководного рису (Oryza sativa), етилен стимулював не тільки розтягування клітин, але й їхній поділ. Відомо, що проходження фаз клітинного циклу залежне від активності циклінів (CYC2Os1), гістону H3 та білка А1 (OsRPA1) (RPA1 - replecation protein A1) (Sauter, 1997; 2000; Vander Knaap et al., 1997).

Гени, що кодують білки, залучені до гідролізу крохмалю. До цієї групи належать гіберелін-залежні гени. У Ranunculus palustris при затопленні відмічено зниження вмісту розчинних цукрів і крохмалю (Groenveld et al., 2003). Відомо, що під час швидкого росту органів вуглеводи використовуються для отримання енергії та побудови складових нової клітинної оболонки (Sauter, 2000; Voesenek et al., 2006).

Відомо, що потреби у вуглеводах можуть бути поповнені фотосинтезом та гідролізом відкладеного у запас крохмалю при активації а-амілази (Sauter, 2000). T. Фукао зі співавторами (Fukao et al., 2006) повідомили, що експресія гену а-амілази (OsAmy3D) у листках підводного рису регулюється доменом ERF етилен-чутливого фактору. Даний ген добре регулюється гібереловою кислотою. Ці результати свідчать, що рівень вуглеводів у підводних рослин знаходиться під гормональним контролем і активується при експресії певних генів.

Підсумком дії гормонів на ріст клітин і участі певних генів в поділі й розтягненні клітин стебел рослин, занурених у воду, є схема (рис. 2.2.4.1; див. вставку XVI), яку представили Дж. Байли-Серес зі Л.А. Возенеком (Bailey-Serres, Voessenek, 2008).

Група вчених встановила наявність ДНК поліморфізму у стеблових бруньках Trapa natans під час цитохімічного дослідження (з використанням ампліфікованої поліморфної ДНК) ядер у меристемі плаваючих та підводних бруньок, з яких утворюються плаваючі й підводні листки (Bitonti et al., 1996). Дослідники виявили структуру хроматину ядра з помітними хромоцентрами у плаваючих і підводних бруньках. Автори вважають, що особливості ядер меристеми в плаваючих бруньках пов'язані з високим вмістом послідовності А-Т (аденін-тимін) та вищим рівнем метилюван- ня ДНК ядерного геному порівняно з такими в меристемі підводних бруньок, що сприяє більш ефективному функціонуванні цих органів у різних умовах оточуючого середовища (Bitonti et al., 1996).

Виявлена генетична різноманітність у видів, які розтягуються під водою. Так, у Rumex acetosa L. і R. palustris виявлено інгібування та стимуляцію розтягування черешка при обробці етиленом. Проте, отримані дані під час дослідження підводних органів одного з видів (R. acetosa) показали втрату АБК-регуляції росту розтягуванням (Banga et al., 1996; Benschop et al., 2005), тоді як підвищення швидкості розтягуванням спостерігалося у цього виду під дією гіберелової кислоти (Rijnders et al., 1997) та експресії експансину (Vriezen et al., 1999; 2000). Також встановлено, що у виду R. acetosa, на противагу R. palustris, етилен не може переключати інгібіторну дію АБК на активізацію розтягування. Елементи, які знижують дію етилену та підвищують дію АБК/ГК, показують відмінності в етилен-індукованому розтягуванні між двома досліджуваними видами.

У рослин рису також досліджені генетичні варіації у кількох ERF-білках (етилен чутливий фактор) щодо їхньої здатності до розтягування під водою. Так, у стійких до затоплення сортах рису знайдено ген SUB1A (SUB - tolerant to submergence), що індукується під дією етилену. Тимчасом, у інших сортів рису є ген SUB1C, індукція якого перебуває під дією іншого фітогормона - гіберелової кислоти (Fukao et al., 2006; Xu et al., 2006). Вважають, що експресія гена SUB1A збігається з репресією накопичення транскриптів для експансинів, а також зі зниженням експресії гену SUB1C (Fukao et al., 2006). Це дало змогу експериментаторам припустити, що ген SUB1A діє як активатор регуляції, яка залежна від гіберелової кислоти, експансинів і SUB1 С-білків (Bailey-Serres, Voesenek, 2008).

Нещодавно японські дослідники (Iida et al. 2009), вивчаючи гетеро- фільні та гомолофітні види роду Potamogeton, встановили, що види, у яких проявляється гетерофілія, характеризуються певною структурою гена RbcL, (RbcL - ribulose-bisphosphate carboxylase), в якому відбулася заміна дванадцяти амінокислот, порівняно з гомофітними видами роду Potamogeton (Iida et al., 2009). Ген RbcL кодує білок Рубіско - основний фермент фотосинтезу.